Научный журнал

Фундаментальные исследования

ISSN 1812-7339

"Перечень" ВАК

ИФ РИНЦ = 1,674

• Авторы
• Резюме
• Файлы
• Ключевые слова
• Литература

Ковалевская Н.П. 1

---

1 ФГБУН «Институт экологии и генетики микроорганизмов» УрО РАН

Структурные и функциональные исследования геномов патогенных бактерий показали, что эволюция антибиотикорезистентных профилей клинических изолятов связана с распространением интегративных конъюгативных элементов. Эти мобильные генетические элементы способны не только переносить гены антибиотикорезистентности, но также мобилизовать неконъюгативные плазмиды и геномные острова in trans, обеспечивая альтернативные механизмы для горизонтального переноса генов антибиотикорезистентности. Обнаруженные недавно мозаичные гены тетрациклин-резистентности подтвердили предположение о том, что конъюгативные транспозоны формируют модули, которые при гомологичной рекомбинации способны к обмену с модулями из других мобильных генетических элементов. Формирование новых классов гибридных генов антибиотикорезистентности происходит за счет рекомбинации частей похожих генов разных коньюгативных транспозонов. Анализ динамики распространения генов резистентности к тетрациклину, ванкомицину и макролидным антибиотикам между патогенными бактериями за последние десятилетия в разных странах позволил выявить перенос детерминант антибиотикорезистентности среди филогенетически отдаленных групп бактерий.

Статья в формате PDF

343 KB

бактериальный геном

антибиотикорезистентность

горизонтальный перенос генов

1. Agersø Y., Pedersen A.G., Aarestrup F.M. Identification of Tn5397-like and Tn916-like transposons and diversity of the tetracycline resistance gene tet(M) in enterococci from humans, pigs and poultry // J. Antimicrob. Chemother. – 2006. – Vol. 57. – P. 832–839.

2. Arthur M., Molinas C. et al. Characterization of Tn1546, a Tn3-related transposon conferring glycopeptide resistance by synthesis of depsipeptide peptidoglycan precursors in Enterococcus faecium BM4147 // J. Bacteriol. – 1993. – Vol. 175. – P. 117–127.

3. Arzese A.R., Tomasetig L., Botta G.A. Detection of tetQ and ermF antibiotic resistance genes in Prevotella and Porphyromonas isolates from clinical specimens and resident microbiota of humans // J. Antimicrob. Chemother. – 2000. – Vol. 45. – P. 577–582.

4. Bi D., Xu Z., Harrison E. et al. ICEberg: a web-based resource for integrative and conjugative elements found in Bacteria // Nucl. Acids Res. – 2012. – Vol. 40. – P. D621–D626.

5. Bourdon N., Fines-Guyon M., Thiolet J.M. et al. Changing trends in vancomycin-resistant enterococci in French hospitals, 2001–08 // J. Antimicrob. Chemother. – 2011. – Vol. 66. – P. 713–721.

6. Calatayud L., Ardanuy C., Tubau F. et al. Serotype and genotype replacement among macrolide-resistant invasive Pneumococci in adults: mechanisms of resistance and association with different transposons // J. Clin. Microbiol. – 2010. – Vol. 48. – P. 1310–1316.

7. Croucher N.J., Harris S.R., Fraser C. et al. Rapid pneumococcal evolution in response to clinical interventions // Science. – 2011. – Vol. 331. – P. 430–434.

8. Dahl K.H., Simonsen G.S., Olsvik O., Sundsfjord A. Heterogeneity in the vanB gene cluster of genomically diverse clinical strains of vancomycin-resistant enterococci //Antimicrob. Agents Chemother. – 1999. – Vol.43. – P. 1105–1110.

9. De Vries L.E., Christensen H., Skov R. L. et al. Diversity of the tetracycline resistance gene tet(M) and identification of Tn916- and Tn5801-like (Tn6014) transposons in Staphylococcus aureus from humans and animals // J. Antimicrob. Chemother. – 2009. – Vol. 64. – P. 490–500.

10. Del Grosso M., Camilli R., Barbabella G. et al. Genetic resistance elements carrying mef subclasses other than mef(A) in Streptococcus pyogenes // Antimicrob. Agents Chemother. – 2011. – Vol. 55. – P. 3226–3230.

11. Ding F., Tang P., Hsu M.-H. et al. Genome evolution driven by host adaptations results in a more virulent and antimicrobial-resistant Streptococcus pneumoniae serotype 14 // BMC Genomics. – 2009. – Vol. 10. – P. 158.

12. Evers S., Courvalin P. Regulation of VanB-type vancomycin resistance gene expression by the VanS(B)-VanR(B) two-component regulatory system in Enterococcus faecalis V583 // J. Bacteriol. – 1996. – Vol. 178. – P. 1302–1309.

13. Gold H.S., Unal S., Cercenado E. et al. A gene conferring resistance to vancomycin but not teicoplanin in isolates of Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium demonstrates homology with vanB, vanA, and vanC genes of enterococci // Antimicrob. Agents Chemother. – 1993. – Vol. 37. – P. 1604–1609.

14. Hughes V.M., Datta N. Conjugative plasmids in bacteria of the ‘pre-antibiotic’ era // Nature. – 1983. – Vol. 302. – P. 725–726.

15. Huys G., D’Haene K., Collard J.-M., Swings J. Prevalence and molecular characterization of tetracycline resistance in Enterococcus isolates from food // Appl. Environ. Microbiol. – 2004. – Vol. 70. – P. 1555–1562.

16. Jasni A.S., Mullany P., Hussain H., Roberts A.P. Demonstration of conjugative transposon (Tn5397)-mediated horizontal gene transfer between Clostridium difficile and Enterococcus faecalis // Antimicrob. Agents Chemother. – 2010. – Vol. 54. – P. 4924–4926.

17. Kazimierczak K.A., Rincon M.T., Patterson A.J. et al. A new tetracycline efflux gene, tet(40), is located in tandem with tet(O/32/O), in a human gut firmicute bacterium and in metagenomic library clones // Antimicrob. Agents Chemother. – 2008. – Vol. 52. – P. 4001–4009.

18. Li XZ, Nikaido H. Efflux-mediated drug resistance in bacteria an update // Drugs. – 2010. – V. 69. – P. 1555–1623.

19. Mingoia M., Tili E., Manso E. et al. Heterogeneity of Tn5253-like composite elements in clinical Streptococcus pneumoniae isolates // Antimicrob. Agents Chemother. – 2011. – Vol. 55. – P. 1453–1459.

20. Mingoia M., Morici E., Brenciani A. et al. Genetic basis of the association of resistance genes mef(I) (macrolides) and catQ (chloramphenicol) in streptococci // Front Microbiol. – 2014. –Vol. 5. – P. 747.

21. Nguyen M., Vedantam G. Mobile genetic elements in the genus Bacteroides, and their mechanism(s) of dissemination // Mobile genetic elements. – 2011. – Vol. 1. – P. 187–196.

22. Nikolich M.P., Shoemaker N.B., Salyers A.A. A Bacteroides tetracycline resistance gene represents a new class of ribosome protection tetracycline resistance // Antimicrob. Agents Chemother. – 1992. – Vol. 36. – P. 1005–1012.

23. Patel R., Uhl J.R., Kohner P. et al. DNA sequence variation within vanA, vanB, vanC-1, and vanC-2/3 genes of clinical Enterococcus isolates // Antimicrob. Agents Chemother. – 1998. – Vol. 42. – P. 202–205.

24. Quintiliani R.Jr., Courvalin P. Characterization of Tn1547, a composite transposon flanked by the IS16 and IS256-like elements, that confers vancomycin resistance in Enterococcus faecalis BM4281 //Gene. – 1996. – Vol. 172. – P. 1–8.

25. Roberts A.P., Johanesen P.A., Lyras D. et al. Comparison of Tn5397 from Clostridium difficile, Tn916 from Enterococcus faecalis and the CW459tet(M) element from Clostridium perfringens shows that they have similar conjugation regions but different insertion and excision modules // Microbiology. – 2001. – Vol. 147. – P. 1243–1251.

26. Roberts A.P., Chandler M., Courvalin P. et al. Revised nomenclature for transposable genetic elements // Plasmid. – 2008. – Vol. 60. – P. 167–173.

27. Roberts M.C., Sutcliffe J., Courvalin P. et al. Nomenclature for macrolide and macrolide-lincosamide-streptogramin B resistance determinants // Antimicrob. Agents Chemother. – 1999. – Vol. 43. – P. 2823–2830.

28. Schwarz F.V., Perreten V., Teuber M. Sequence of the 50-kb conjugative multiresistance plasmid pRE25 from Enterococcus faecalis // Plasmid. – 2001. – Vol. 46. – P. 170–187.

29. Shaw J.H., Clewell D.B. Complete nucleotide sequence of macrolide-lincosamide-streptogramin B resistance transposon Tn917 in Streptococcus faecalis // J. Bacteriol. – 1985. – Vol. 164. – P. 782–796.

30. Shoemaker N.B., Vlamakis H., Hayes K., Salyers A.A. Evidence for extensive resistance gene transfer among Bacteroides spp. and among Bacteroides and other genera in the human colon // Appl. Environ. Microbiol. – 2001. – Vol. 67. – P. 561–568.

31. Su Y.A., He P., Clewell D.B. Characterization of the tet(M) determinant of Tn916: evidence for regulation by transcription attenuation // Antimicrob. Agents Chemother. – 1992. – Vol. 36. – P. 769–778.

32. Trieu-Cuot P., Poyart-Salmeron C., Carlier C., Courvalin P. Nucleotide sequence of the erythromycin resistance gene of the conjugative transposon Tn1545 // Nucl. Acids Res. – 1990. – Vol. 18. – P. 3660.

33. Tsvetkova K., Marvaud J.-C., Lambert T. Analysis of the mobilization functions of the vancomycin resistance transposon Tn1549, a member of a new family of conjugative elements // J. Bacteriol. – 2010. – Vol. 192. – P. 702–713.

34. Wang Y., Rotman E.R., Shoemaker N.B., Salyers A.A. Translational control of tetracycline resistance and conjugation in the Bacteroides conjugative transposon CTnDOT // J. Bacteriol. – 2005. – Vol. 187. – P. 2673–2680.

35. Varaldo P.E., Montanari M.P., Giovanetti E. Genetic elements responsible for erythromycin resistance in streptococci // Antimicrob. Agents Chemother. – 2009. – Vol. 53. – P. 343–353.

В последние годы все больше стало появляться данных, свидетельствующих о том, что решающее воздействие на эволюцию антибиотикорезистентности патогенных бактерий оказывают конъюгативные транспозоны и SXT элементы, которые в начале 21 века были объединены в большой класс интегративных конъюгативных элементов (Integrative Conjugative Element – ICE) [26]. ICE не являются самостоятельными репликонами, но способны, подобно профагам, размещаться в хромосоме, вырезаться из нее, а главное, переноситься в другие клетки через систему конъюгации. Кроме собственного переноса, ICE способны мобилизовать неконъюгативные плазмиды и геномные острова in trans, обеспечивая альтернативные механизмы для горизонтального переноса генов антибиотикорезистентности [21]. Возможность переноса детерминант антибиотикорезистентности среди филогенетически отдаленных бактерий природной микробиоты человека и животных была выявлена разными группами исследователей. Для грамотрицательных анаэробных бактерий в лабораторных условиях было показано, что транспозоны TcrEmr12256 и TcrEmr7853 могут переносить гены резистентности к тетрациклину и эритромицину между Bacteroides и Prevotella [3]. Гены tetM, tetW, ermB и ermG довольно часто обнаруживают у Firmicutes, а гены tetQ и ermF у Bacteroidetes. Среди Bacteroides гены резистентности к эритромицину ermB и ermG переносятся конъюгативными транспозонами CTnBST и TcrEmr 7853 или CTnGERM1, соответственно. Последовательности ДНК генов ermG, обнаруженные в клинических изолятах Bacteroides, на 99 % идентичны последовательностям ДНК гена Bacillus sphaericus [21]. Установлено, что перенос гена tetM между клиническими изолятами Clostridium difficile и Enterococcus spp. и похожий перенос от Clostridium difficile 630 к бактериям Bacillus subtilis и Enterococcus faecalis осуществлялся посредством конъюгативного транспозона Tn5397 [16]. Анализ современной литературы, посвященной структурно-функциональной организации ICE позволил в данном обзоре обобщить в справочной форме сведения о роли конъюгативных транспозонов в возникновении мозаичной структуры геномов современных видов и штаммов бактерий – возбудителей инфекций с множественной лекарственной устойчивостью.

В начале 1950-х годов большинство комменсальных и патогенных бактерий были восприимчивы к тетрациклину, только 2 % бактерий из коллекции Enterobacteriaceae, собранной между 1917 и 1954 годами, были устойчивы к этому антибиотику [14]. В настоящий момент известно более 40 генов резистентности к тетрациклину и обычно они ассоциируются с мобильными генетическими элементами. В бактериях резистентность к тетрациклину опосредуется преимущественно через два механизма: рибосомальную защиту (гены otrA, tetB(P), tetM, tetO, tetQ, tetS, tetT, tetW) и эффлюкс-систему (гены otrB, otrC, tetA, tetB, tetC, tetD, tetE, tetG, tetH, tetJ, tetK, tetL, tetV, tetY, tetZ). Эффлюкс гены грамотрицательных бактерий часто ассоциируются с конъюгативными плазмидами, в то время как в грамположительных бактериях эффлюкс гены часто обнаруживают на небольших мобилизуемых плазмидах или хромосоме. Недавно описаны мозаичные тетрациклин-резистентные гены (tet(O/W), tet(O/W/O), tet(O/32/O), tet(O/W/32/O), tet(O/W/32/O/W/O)), в которых части гена резистентности к тетрациклину (Tcr) получены при рекомбинации двух или более различных классов генов [17]. Конъюгативные транспозоны (Tn, CTn) являются основным источником распространения тетрациклинрезистентных генов: tetM – Tn916, Tn5253, Tn5397, Tn5801, Tn6003, Tn2010, Tn6086, Tn6087; tetO – Tn5252; tetS – Tn6000, Tn916S; tetQ – CTnDOT, CTn7853, CTn341; tetW – TnB1230 [4]. Ранее было установлено, что аминокислотная последовательность белка TetQ лишь на 40 % идентична TetM или TetO, сходство последовательностей которых превышает 75 % [22]. Недавно проведенный филогенетический анализ гена tetM у стафилококков позволил выделить три группы конъюгативных транспозонов, ассоциированных с tetM: группа I – Tn5397; группа II – Tn916 и Tn5801; группа III Tn1545, Tn2009 и Tn5251 [9]. Мозаичные структуры гена tetM, полученные в результате рекомбинации tetM разных групп, были описаны в ряде работ [1, 15]. Обнаружение tetS в позициях, соответствующих tetM в Tn916-подобных элементах широкого круга бактерий подтверждает предположение о том, что конъюгативные транспозоны формируют модули, которые при гомологичной рекомбинации способны к обмену с модулями других элементов [25].

Гены, отвечающие за резистентность к тетрациклину регулируются разными путями [34]. Например, экспрессия гена tetM происходит под контролем механизма аттенюации транскрипции [31]. Транскрипция гена tetQ является конститутивной, тогда как трансляция генов оперона tetQ-rteA-rteB усиливается при действии тетрациклина. Увеличение продукции белка обусловлено механизмом трансляционной аттенюации. Регуляторные белки RteA и RteB конъюгативных транспозонов CTnDOT формируют двухкомпонентную регуляторную систему, которая принимает участие в переносе мобилизуемых интегративных элементов с антибиотикорезистентными детерминантами, таких как NBU1, NBU2, NBU3 (NBU – nonreplicating Bacteroides unit), транспозонов Tn4399, Tn4555, Tn4551 и плазмид pIP417, pIP419, pLV22a, pBFTM10 [21]. Коперенос различных структур, как и собственный перенос, стимулируется в 1000-10000 раз тетрациклином. Способность мобилизовать другие элементы и антибиотико-стимулирующий перенос могут объяснить 80 % резистентность к тетрациклину и высокую частоту других антибиотикорезистентных генов в Bacteroides [30].

За последние два десятилетия в разных географических зонах был отмечен уровень роста резистентности к макролидным антибиотикам среди клинических изолятов стрептококков. Около 40 генов устойчивости к эритромицину (ermr) из патогенных бактерий были выделены в 21 класс [27]. У стрептококков высокий уровень резистентности к макролидам, линкозамидам и стрептограмину B (MLS фенотип бактерий) обеспечивают гены ermA и ermB, которые кодируют метилтрансферазы, модифицирующие пострансляционно 23S рРНК. Низкая резистентность бактерий (4–16 г/л) к 14- и 15-членным макролидным антибиотикам (М фенотип бактерий) обеспечивается за счет эффлюкса антибиотиков, который контролируется генами mef и mel и индуцируется невысокими концентрациями эритромицина [18]. Гены mef-класса включают несколько вариантов [20]. Ген mefA (GenBank U70055) из Streptococcus pyogenes был описан в 1996 году, а позднее был идентифицирован ген mefE (GenBank U83667) в Streptococcus pneumoniae. Менее распространенные гены mef были обнаружены в S. pneumoniae – mefI и в S. pyogenes – mefO , а также новые аллели mefB и mefG были описаны в группе B и группе G b-гемолитических стрептококков соответственно. Идентичность генов mefA и mefE составляет 90 %. Однако эти два подкласса mef генов переносятся на различных генетических элементах: mefA на дефектном неконъюгативном транспозоне Tn1207.1, mefE на элементе mega (macrolide efflux genetic assembly) [10]. Tn1207.1 (7,244 п.н.) содержит 8 orf (open reading frame – открытая рамка считывания), одна из которых кодирует сайт-специфическую рекомбиназу. mega элемент (5532 п.н.) содержит 5 orf, но не имеет районов, кодирующих транспозазу или рекомбиназу. Отмечено, что рядом с генами mef находится orf, именуемая orf5 в Tn1207.1 и mel в mega элементе, которая имеет 56 % гомологию с геном msrA из Staphylococcus aureus, кодирующая белок суперсемейства ABC транспортеров, вовлеченный в эффлюкс макролидов. В обоих мобильных элементах mel- подобные гомологи, ассоциированные с генами mefA и mefE имеют до 98 % идентичности. В S. pneumoniae mega элемент может встраиваться в различные сайты на хромосоме или Tn916- подобные генетические элементы, которые формируют новые сложные конъюгативные транспозоны, такие как Tn2009, Tn2010, Tn2017 [4]. Tn1207.1 был обнаружен в S. pneumoniae встроенным вовнутрь гена celB, а в S. pyogenes Tn1207.1 был идентифицирован как интегрированный в конъюгативный транспозон Tn1207.3 или в профаг на хромосоме. Ген mefI в S. pneumoniae переносится сложным генетическим элементом, названным 5216IQ комплексом (30505 п.н.), состоящим из двух частей. Левая часть (15316 п.н.) формируется из фрагментов известных конъюгативных транспозонов Tn5252 и Tn916 и содержит ген tetM. Правая часть комплекса 5216IQ формируется IQ элементом, который содержит гены mefI и catQ (резистентность к хлорамфениколу). Гомология гена mefI с генами mefA из Tn1207.1 и mefE из mega элемента составляет 91,4 и 93,6 % соответственно.

Молекулярный анализ антибиотикоустойчивых клинических изолятов S. pneumoniae из разных стран показал, что конъюгативные транспозоны Tn1545, Tn3872, Tn5397, Tn6002, Tn6003 играют значительную роль в распространении генов ermB и tetM. Отмечено, что в Италии и Испании в изолятах S. pneumoniae чаще встречаются Tn6002 и Tn3872, а в Японии ‒ Tn917 [6]. Конъюгативный транспозон Tn1545 почти полностью идентичен плазмиде pAM77 из S. sanguinis (98 % идентичности), кодирует гены резистентности к тетрациклину tetM, эритромицину ermB и канамицину aphA-3 [32]. По сравнению с Tn1545 у транспозона Tn917 нет генов резистентности к тетрациклину и канамицину, а его последовательность идентична неконъюгативной плазмиде с множественной резистентностью pAD2 из Enterococcus faecalis DS16 [29]. Tn917 (5614 п.н.) содержит 5 orf, две из которых кодируют 2 специфических транспозиционных гена tnpR (резолваза) и tnpA (транспозаза), а также ген ermB. Tn917 может встраиваться в orf9 транспозона Tn916, при этом образуются новые сложные транспозоны, такие как Tn3872 и Tn2008 [11]. В другой группе транспозонов в Tn1545, Tn6002 и Tn6003 ген ermB встроен в orf20 транспозона Tn916. Было выявлено, что в транспозонах Tn1545 и Tn6003 в ген ermB встроен небольшой (~4,2 т.п.н) стрептотрицин-стрептомицин-канамицин резистентный кластер (aadE–sat4–aphA-3), названный MAS (Macrolide–Aminoglycoside–Streptothricin) элементом [35]. Этот генный кластер первоначально был описан как часть структуры транспозона Tn5405 из стафилококков, а позднее обнаружен у мультирезистентной плазмиды pRE25, сообщающей резистентность к 12 различным антибиотикам [28]. При секвенировании удалось выявить только одну нуклеотидную замену A → C в гене sat4 E. coli и соответственно замену аминокислоты Glu на Gly. Кроме того, был открыт еще один элемент антибиотикоустойчивости у пневмококков, названный омега (omega) элементом [7]. В клиническом изоляте S. pneumoniae 9409 (Франция, 2002) в районе orf20 транспозона Tn916 была обнаружена встроенная последовательность, состоящая из гена aphA-3, ограниченного 2 транскрипционными омега репрессорами, и гена ermB. У стрептококков был охарактеризован новый Tn5253-подобный конъюгативный транспозон Tn1311 (GenBank FN667862), который кроме генов резистентности к эритромицину и канамицину (ermB, aphA-3) содержал ген устойчивости к хлорамфениколу cat [19].

Серьезной клинической проблемой во многих странах Европы и США является увеличение от 20 до 40 % ванкомицин-резистентных клинических изолятов энтерококков за последние годы. Гликопептидная резистентность у грамположительных кокков является гетерогенной фенотипически и генотипически [8]. Среди ванкомицин-резистентных энтерококков из французской коллекции госпитальных штаммов, отобранных с 2001 по 2008 годы, большинство (94,8 %) составляли Enterococcus faecium с генами vanA или vanB [5]. Штаммы VanA-типа показывают индуцибельную резистентность к высоким концентрациям ванкомицина и умеренно высоким концентрациям тейкопланина. VanB фенотип характеризуется широким уровнем резистентности к ванкомицину и чувствительностью к тейкопланину. Генный кластер vanA локализован на транспозоне Tn1546, который часто переносится самотрансмиссибельными плазмидами. Распространение VanB-типа резистентности обычно связывают с распространением конъюгативного транспозона Tn1549, локализованного на плазмиде или хромосоме грамположительных кокков [2]. Оперон vanB содержит гены, кодирующие дегидрогеназу, лигазу и дипептидазу, и все эти белки имеют высокую гомологию последовательностей (67-76 % идентичности) с соответствующими белками vanA оперона, а vanRBSB регуляторные гены, которые кодируют 2-компонентную систему, лишь отдаленно напоминают vanRS (34 и 24 % идентичности) [12]. Анализ вариабельности гена vanB привел к идентификации трех субтипов, названных vanB1, vanB2 и vanB3 [13, 23]. Первоначально, было показано, что генный кластер vanB1 является частью сложного транспозона (64 т.п.н.), названного Tn1547, который имеет инцерционные последовательности IS16- и IS256-подобных элементов в E. faecalis BM4281 [24]. Впоследствии, было установлено, что и в E. faecium C68 предполагаемый конъюгативный транспозон (27 т.п.н.), названный Tn5382, содержит vanB2 генный кластер. Интеграция Tn5382 в хромосому E. faecium C68 проходит в районе выше гена pbp5. В E. faecalis E93/268 и E. faecium 654, конъюгативный транспозон Tn1549 (34 т.п.н.) содержащий vanB2 генный кластер переносится конъюгативными плазмидами pIP834 и pIP835. При сравнении последовательностей Tn1549 и Tn5382 была выявлена высокая гомология [33].

Интенсивная миграция населения в мировом пространстве в сочетании с активным эволюционным процессом в бактериальных геномах микрофлоры человека создает предпосылки для возникновения новых вариантов мобильных генетических элементов с блоками генов антибиотикорезистентности и их быстрого глобального распространения. Повышение уровня антибиотикорезистентности микроорганизмов создаёт сложности для борьбы с внутрибольничными инфекциями, которые, как правило, имеют комплексный характер. В связи с этим крайне востребована разработка международных программ по надзору за использованием антибиотиков в медицине и сельском хозяйстве.

Работа выполнена при финансовой поддержке комплексной программы фундаментальных исследований УрО РАН на 2015–2017 гг., подпрограмма «Молекулярная и клеточная биология», и проекта РФФИ-Урал № 07-04-96027.

Карпунина Т.И., д.б.н., профессор кафедры микробиологии и вирусологии с курсом клинической лабораторной диагностики, ГБОУ ВПО «Пермский государственный медицинский университет им. академика Е.А. Вагнера», г. Пермь;

Маслов Ю.Н., д.м.н., заведующий микробиологической лабораторией ЦНИЛ ПГМУ, профессор кафедры микробиологии и вирусологии с курсом клинической лабораторной диагностики, ГБОУ ВПО «Пермский государственный медицинский университет им. академика Е.А. Вагнера», г. Пермь.

Работа поступила в редакцию 02.03.2015.

Библиографическая ссылка