Одним из перспективных направлений современной хирургии является совершенствование способов соединения тканей и поиск новых необходимых для этого шовных материалов [4, 6]. Применяемые хирургические нити нередко обладают целым рядом недостатков, что может привести к удлинению сроков лечения больных, увеличению его стоимости, неудовлетворительным косметическим результатам. Остается высоким процент развития послеоперационных раневых осложнений, особенно у ослабленных больных, пациентов пожилого и старческого возраста со сниженными регенерационными способностями. Достижения современного химического производства позволяют разрабатывать биологически активные шовные материалы, обладающие свойством противостоять развитию инфекционных осложнений в ране и улучшать репарацию тканей, не оказывая при этом вредного влияния на организм [8, 9].
По мнению ряда авторов, совершенствование способов соединения тканей и поиск новых хирургических нитей, в том числе содержащих антибактериальные препараты, является важным направлением в профилактике гнойно-воспалительных осложнений в хирургической практике [1, 2]. Исследования процессов регенерации послеоперационных ран и межкишечных соустий в экспериментальных условиях показали преимущества использования биологически активных хирургических шовных материалов комплексного действия [3, 4].
В связи с этим возникает целесообразность дальнейшей разработки и экспериментальной апробации новых видов биологически активных нитей с целью их дальнейшего внедрения в хирургическую практику [10].
Цель настоящего исследования состояла в изучении на экспериментальных животных цитологической картины кожных ран с имплантированными образцами разрабатываемого шовного материала.
Материалы и методы исследования
Серия опытов выполнена на 45 самцах белых крыс на базе экспериментальной лаборатории ГБОУ ВПО «Тверской государственный медицинский университет» Минздрава России.
Применялся разрабатываемый биологически активный шовный материал (ПН + ВХ + ЦФ + АГ), представляющий собой крученую поликапроамидную нить в оболочке из природного полимера хитозана, с включением антибиотика ципрофлоксацина и препарата из группы германийсодержащих органических соединений астрагерма. В эксперименте использованы три модификации нитей ПН + ВХ + ЦФ + АГ, различающиеся содержанием хитозана, антибиотика и астрагерма:
ПН + ВХ + ЦФ + АГ (1–4–0,1) – поликапроамидная нить в оболочке из высокомолекулярного хитозана (1 %) с ципрофлоксацином (4 %) и астрагермом (0,1 %);
ПН + ВХ + ЦФ + АГ (1–2–0,5) – поликапроамидная нить в оболочке из высокомолекулярного хитозана (1 %) с ципрофлоксацином (2 %) и астрагермом (0,5 %);
ПН + ВХ + ЦФ + АГ (2–4–1) – поликапроамидная нить в оболочке из высокомолекулярного хитозана (2 %) с ципрофлоксацином (4 %) и астрагермом (1 %). Образцы всех модификаций шовного материала получены во Всероссийском научно-исследовательском институте синтетических волокон (ОАО ВНИИСВ).
Для сравнения использованы два вида нитей: ПН – поликапроамидная нить и шовный материал «Никант» – крученая поликапроамидная нить с сополимерным пленочным покрытием, нанесенным в две стадии: 1 стадия – 1 % сополиамид с 5 % антибиотиком доксициклином, 2 стадия – 2 % сополиамид с 5 % доксициклином в модифицирующем растворе.
В ходе опытов изучены цитологические особенности течения раневого процесса в коже. Для этого под эфирным наркозом однотипно всем животным на дорсальной поверхности тела в строго постоянном месте наносили экспериментальные раны. На значительном участке, превышающем размеры будущей раны, выстригали и выбривали шерсть, затем обрабатывали операционное поле 70 % спиртом. Для формирования открытых ран использовался трафарет в форме квадрата с длиной стороны 20 мм (площадью 400 мм²). Трафарет смачивали раствором йодоната и прикладывали к коже. По границе отпечатка при помощи остроконечных ножниц производили иссечение лоскута кожи с подкожной клетчаткой. Затем в ткани дна раны параллельно ее поверхности на глубину 1–2 мм при помощи швейной иглы последовательно имплантировали по 8 отрезков исследуемого шовного материала длиной 2 см каждый. Заживление раны происходило вторичным натяжением.
Выделено 5 групп экспериментальных животных в зависимости от вида имплантированного шовного материала: ПН (контроль); «Никант»; ПН + ВХ + ЦФ + АГ 1–4–0,1; ПН + ХЗ + ЦФ + АГ 1–2–0,5 и ПН + ХЗ + ЦФ + АГ 2–4–1. С поверхности ран через 12 часов после нанесения повреждения получали мазки-отпечатки по методу М.П. Покровской и М.С. Макарова и подвергали их цитологическому изучению. Предметные стекла, тщательно обезжиренные, перед употреблением смоченные смесью Никифорова и обожженные, прикладывали параллельно к поверхности раны. Мазки подсушивали на воздухе, фиксировали и окрашивали по методике Романовского. С целью изучения характера воспалительной реакции в мазках-отпечатках под иммерсионной системой светового микроскопа в 10 полях зрения производили дифференцированный подсчет количества клеток раневого экссудата (нейтрофилы, макрофаги). Одновременно с помощью окуляр-микрометра измеряли диаметр их ядер.
Результаты исследования и их обсуждение
Анализ отпечатков позволил выявить существенные различия качественного и количественного состава раневого экссудата у животных сравниваемых групп (таблица).
У животных контрольной группы (ПН) отмечалось значительное количество нейтрофильных лейкоцитов в экссудате (229,1 ± 14,2 в поле зрения). Ядра многих из них были разрыхлены, увеличены в размерах. В мазках нейтрофилы располагались равномерно. Средний диаметр клеток составлял 12,8 ± 0,1 мкм. Появлялись единичные (до 2,9 ± 0,1 в поле зрения) фагоцитирующие макрофаги относительно небольших размеров (18,7 ± 0,4 мкм) с ядрами неправильной формы и небольшим объемом цитоплазмы.
У животных второй («Никант») и третьей групп (ПН + ВХ + ЦФ + АГ 1–4–0,1) в мазках-отпечатках отмечалась похожая на контроль, но более выраженная в той или иной степени клеточная реакция со стороны основных цитологических элементов раневого отпечатка. Нейтрофильные лейкоциты в поле зрения располагались относительно равномерно, их ядра подвергались физиологическим дегенеративным изменениям. При этом у крыс второй группы характерны достоверно (p < 0,05) большие размеры нейтрофильных лейкоцитов (13,3 ± 0,1 мкм) по сравнению с контролем (12,8 ± 0,1 мкм), а в мазках-отпечатках животных третьей группы выявлено достоверно большее их количество (235 ± 10,2 по сравнению с 229,1 ± 14,2 в контроле).
Количество (в 10 полях зрения) и диаметр (в мкм) клеток раневого экссудата через 12 часов после операции
|
Серия |
М ± m |
Нейтрофилы |
Макрофаги |
||
|
Количество |
Диаметр |
Количество |
Диаметр |
||
|
ПН (контроль) n = 9 |
М m |
229,1 14,2 |
12,8 0,1 |
2,9 0,1 |
18,7 0,4 |
|
«Никант» n = 9 |
М m |
231,6 12,2 |
13,3* 0,1 |
3,5 0,2 |
19,7 0,6 |
|
ПН + ВХ + ЦФ + АГ (1–4–0,1) n = 9 |
М m |
235,0* 10,2 |
12,2 0,3 |
3,6 0,4 |
18,5 0,5 |
|
ПН + ВХ + ЦФ + АГ (1–2–0,5) n = 9 |
М m |
284,3* 12,0 |
14,2* 0,3 |
8,1* 0,1 |
23,4* 0,4 |
|
ПН + ВХ + ЦФ + АГ (2–4–1) n = 9 |
М m |
306,9* 18,1 |
15,9* 0,2 |
10,8* 0,5 |
28,0* 0,3 |
Примечание.* – р < 0,05 (по сравнению с контролем)
Анализ цитограмм раневого экссудата животных четвертой (ПН + ВХ + ЦФ + АГ 1–2–0,5) и пятой (ПН + ВХ + ЦФ + АГ 1–2–1) групп свидетельствовал о более выраженном нарастании в нем числа нейтрофилов, размеры которых оказались значительно большими, чем у животных первых двух групп, причем различия были статистически достоверными (таблица). Количество нейтрофилов в четвертой – 284,3 ± 12,0; в пятой – 306,9 ± 18,1 против 229,1 ± 14,2 в поле зрения в контрольной группе, а диаметр ядер клеток – 14,2 ± 0,3 и 15,9 ± 0,2 мкм против 12,8 ± 0,1 мкм соответственно. Подавляющее большинство нейтрофильных лейкоцитов находилось на различных стадиях физиологического разрушения. Клеточные ядра гомогенизировались, нарушалась их четкая сегментация. В некоторых клетках отдельные сегменты округлялись и теряли связь друг с другом, в других – сегменты ядра сливались в гомогенное образование.
У животных четвертой и пятой групп наблюдалась бурная реакция со стороны макрофагов, проявляющаяся в заметном увеличении их количества и размеров. В препаратах, полученных от крыс четвертой группы, насчитывалось в среднем – 8,1 ± 0,1 клеток в поле зрения, в пятой – 10,8 ± 0,5 против 2,9 ± 0,1 в контроле. Макрофаги в цитограммах располагались равномерно или группами по 2–4. Их размеры были достоверно (p < 0,05) больше, чем в контроле (23,4 ± 0,4 и 28,0 ± 0,3 мкм против 18,7 ± 0,4). На высокую функциональную активность макрофагальных элементов указывало большое количество пищеварительных вакуолей внутри цитоплазмы, приобретающей вид ячеистого рисунка. Вакуоли иногда содержали остатки непереваренных частиц. Наряду со зрелыми макрофагами встречались молодые формы, имеющие типичную структуру.
Заключение
Имплантация в рану шовного материала, содержащего астрагерм (в том числе и вместе с антибактериальным препаратом), приводит к интенсификации выселения в область повреждения клеточных элементов с одновременным повышением их функциональной активности. Этот факт свидетельствует о том, что в присутствии ГОС процесс воспаления значительно ускоряется, но проходит все характерные для него фазы. Результатом использования ГОС в составе шовного материала является увеличение общего количества выселяющихся в область повреждения нейтрофильных лейкоцитов и раннее появление макрофагов. Быстрое накопление этих элементов в раневом отделяемом указывает на более активное течение процессов экссудации и миграции клеток из кровеносного русла. Усиление функции макрофагов и их накопление в очаге воспаления связано с выраженной лейкоцитарной реакцией [5]. Нейтрофилы выделяют комплекс биологически активных веществ, которые создают благоприятные условия для хемотаксиса, дифференцировки макрофагов и усиления их функциональной активности [7]. Выявленное нами ускоренное течение воспалительного процесса, наступающее под влиянием нового шовного материала, позволяет рассчитывать на снижение числа раневых осложнений после операций, выполненных с использованием указанного материала в условиях клиники.
Рецензенты:
Баженов Д.В., д.м.н., профессор, заведующий кафедрой анатомии человека, ГБОУ ВПО «Тверской государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения Российской Федерации, г. Тверь;
Цай Г.Е., д.м.н., профессор кафедры топографической анатомии и оперативной хирургии, ГБОУ ВПО «Тверской государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения Российской Федерации, г. Тверь.