Scientific journal

Fundamental research

ISSN 1812-7339

"Перечень" ВАК

ИФ РИНЦ = 1,674

Скорость регенерации костной ткани у животных отличается как в породном, так в возрастном аспекте. По мнению многих авторов, она зависит от интенсивности микроциркуляции в очаге повреждения, особенностей перелома, стабильности фиксации отломков и расстояния между ними [5]. Аргон, не являясь биологически индифферентным газом, в нормобарических гипоксических условиях оказывает влияние на развитие и газообмен позвоночных. Повышение его парциального давления в условиях нормобарической гипоксической гипоксии вызывает эффект большего потребления кислорода у крыс и угнетение развития травяной лягушки и костистой рыбы вьюна [3].

Основа для воздействия аргоноплазменной коагуляции, как и любой другой электрокоагуляции, – переменный электрический ток, проходящий через ткани. Единственное различие заключается в том, что активный электрод снабжён устройством, создающим на его конце факел аргоновой плазмы, суммарный электрический заряд которой приблизительно равен нулю [2]. Присутствие свободных электрических зарядов делает плазму проводящей средой, что обусловливает её заметно большее взаимодействие с магнитным и электрическим полями. Поэтому аргоновая плазма становится отличным проводником электрического тока от активного электрода к тканям. При аргоноплазменном воздействии факел аргоновой плазмы выступает сфокусированным газообразным продолжением активного электрода, что исключает его микробную контаминацию и прилипание к нему ткани. Кроме того, поток аргона вытесняет кислород из зоны воздействия, препятствуя окислению ткани. Пучок ионизированного аргона имеет низкую теплоёмкость и не способен разогреть ткани до температуры выше 100 °C. Таким образом, при надёжной коагуляции мелких сосудов и качественном гемостазе не возникает грубого термического повреждения ткани, если сравнивать с контактной электрокоагуляцией.

Аргоноплазменная коагуляция даёт заметные преимущества клинического свойства. Одно из главных – возможность полного гемостаза на большой поверхности с созданием тонкого (около 1–2 мм) надёжного струпа с минимальным риском возникновения повторных кровотечений. Именно поэтому после воздействия аргон-усиленного коагулятора разрушение и некроз ткани меньше, чем при классической электрохирургии, а итогом ее применения становится более быстрое заживление раны с формированием эластичного мышечного рубца с минимумом соединительной ткани [4].

Физические свойства аргоноплазменной коагуляции – прямое термическое воздействие на микробный агент, улучшение репаративных процессов без расплавления швов из синтетического материала способствуют, по мнению авторов, формированию более полноценного мышечного рубца, например, на матке после кесарева сечения и сохранению репродуктивной функции [4]. Эти же авторы наблюдали усиление регенеративных процессов на стенке матки в области шва после обработки его факелом аргоновой плазмы. При исследовании воздействия расфокусированного плазменного потока аргона на возбудителей раневой инфекции были получены данные о бактерицидном и модулирующем действии плазмы аргона в определенном режиме на контрольные штаммы S. aureus, E. coli и K. pneumoniaeinvitro. Был установлен выраженный бактерицидный эффект преимущественно на грамотрицательные бактерии и незначительное модулирующее действие на биологические свойства бактерий, в основном грамположительных [3].

Цель эксперимента – определить влияние аргоноплазменной коагуляции на скорость регенерации костной ткани у крыс в эксперименте.

Материалы и методы исследования

Для проведения эксперимента были подобраны две группы беспородных крыс-самцов в возрасте 5–6 месяцев, содержащихся в одинаковых клеточных условиях и получающих одинаковый рацион на протяжении всего опыта (всего 30 животных). У контрольных животных после анестезиологического обеспечения проводили перфорацию средней трети бедренной кости стоматологическим буром диаметром 2 мм, после чего закрывали рану узловатым прерывистым швом, используя не рассасывающийся шовный материал.

У опытных крыс место перфорации кости обрабатывали аргоноплазменной коагуляцией при помощи аппарата ФОТЕК ЕА 141 с течение 4 с, не нагревая ткань выше 50°.

Для получения биообразцов животных выводили из эксперимента на 10, 20, 30 и 45 день опыта по 3 головы из каждой группы.

В крови животных определяли количество эритроцитов, гемоглобина, лейкоцитов и их фракции, скорость оседания эритроцитов, уровень общего белка, холестерина, билирубина, активность аминотрансфераз, щелочной фосфотазы, маркёров остеогенеза, С-реактивный белок, иммуноглобулины А, М, G. Через каждые 10 дней проводили рентгенологическое исследование бедренной кости, при выведении животных из эксперимента исследовали макропрепарат и брали костную ткань по месту перфорации для гистологичес кого исследования.

Результаты исследований и их обсуждение

При исследовании крови контрольных крыс было обнаружено, что проведение перфорации бедренной кости вызывает снижение количества эритроцитов на 30,9 % к 10 дню опыта по сравнению с исходными данными (табл. 1). У опытных крыс снижение количества эритроцитов к этому же сроку составило 8,5 %. У контрольных и опытных животных количество этих клеток было на протяжении опыта ниже исходных значений, однако в крови крыс, подвергнутых обработке аргоном, их количество было всегда больше, чем у контрольных животных. Зависимость в динамике изменений количества лейкоцитов была аналогичной динамике эритроцитов. Содержание гемоглобина в эритроцитах после проведения операции снижалось в обеих группах, примерно в равном количестве до 20 суток опыта с последующей тенденцией к восстановлению уровня к 45 суткам эксперимента. При анализе фракций лейкоцитов обращает внимание повышение количества сегментоядерных нейтрофилов уже к 10 суткам на 10,8 % у контрольных крыс и на 26,2 % у опытных. Тенденция к увеличению этих клеток в крови опытных животных по сравнению с контрольной группой сохранялась до конца исследований. Содержание лимфоцитов также увеличивалось в крови контрольных и опытных групп к 10 дню наблюдений на 12,8 и 23,9 % соответственно.

Если учитывать, что уровень лимфоцитов поднимается при воспалительной реакции тканей [1], то напрашивается вывод о более яркой воспалительной реакции у животных контрольной группы и менее выраженной у опытных животных. Моноциты как представители гуморального фагоцитарного звена иммунной системы также подчёркивают менее выраженную воспалительную реакция после оперативного вмешательства у опытных животных. Их содержание по сравнению с исходными данными увеличивалось к 10 дню опыта у контрольных крыс на 51,2 %, у опытных животных на 28,1 %.

Таблица 1

Изменения общеклинических показателей крови у крыс контрольной и основной групп (n = 30)

Анализируя биохимические показатели периферической крови крыс (табл. 2), необходимо отметить, что существуют отличия в концентрации и активности метаболитов в контрольной и опытной группах, указывающие на влияние аргоноплазменного воздействия на костную и прилежащую к ней мышечную ткань. При детальном рассмотрении материала мы отмечали в активности аланинаминотрансферазы (ALT) к 10 суткам эксперимента увеличение активности этого фермента в обеих группах животных, но у опытных крыс увеличение составило в 1,6 раза, тогда как у контрольных в 1,9 раза. К 20 суткам опыта повышенная активность осталась только у контрольных крыс, тогда как у опытных активность этого фермента нормализовалась до первоначальной.

В активности аспартатаминотрансферазы (AST) отмечалась та же тенденция. Поскольку трансферазы являются внутриклеточными ферментами и в крови появляются при активном апоптозе, то, по-видимому, процесс интенсивного распада клеток после операции заканчивается у опытных животных к 10 суткам, а у контрольных только к 20 суткам. В отношении активности амилазы, концентрации глюкозы, мочевины, общего белка и общего билирубина значимых изменений не наблюдалось. В активности щелочной фосфотазымы отмечали увеличение к 10 суткам в 1,4 раза в крови контрольных крыс и в 2,4 раза в крови опытных животных. Щелочная фосфотаза вырабатывается печенью и костной тканью. Поскольку биохимические показатели крови показали на спокойное состояние печени (мочевина, общий белок, общий билирубин) то, по-видимому, изменения активности щелочной фосфотазы связано с костной тканью. Этот фермент вырабатывается остео­ цитами и в крови повышается при разрушении костной ткани. В первые 7–12 суток после травмы кости происходит активация остеокластов (фагоциты костной ткани), которые разрушают краевые, повреждённые остеоциты и вызывают интенсивное выбрасывание щелочной фосфатазы в кровь. Просматривая динамику изменений активности этого фермента в циркулирующей крови на протяжении 45 суток после операции можно предположить, что аргоноплазма вызывает интенсивное очищение очага повреждения от травмированных костных клеток, что, в свою очередь, вызывает ускорение регенерации костной ткани.

Значимых изменений в динамике фосфора в крови контрольных и опытных мы не обнаружили. Концентрация кальция изменялась на протяжении опыта, но всегда была ниже первоначальных значений. Необходимо отметить, что уровень в крови опытных крыс этого элемента был ниже, чем в контрольной группе. Возможно, эта зависимость связана с более интенсивным отложением кальция в повреждённой кости.

Выводы

Результаты эксперимента привели нас к выводу о возможности аргоноплазменного воздействия на увеличение скорости регенеративных процессов в костной ткани после перфорации длинных трубчатых костей у крыс в эксперименте. При подтверждении данной гипотезы на серии опытов с более крупными животными и получении оптимистичных результатов возможно обсуждение вопроса о применении аргоноплазменного воздействия в практике травматологических и ортопедических операций.

Таблица 2

Изменения биохимических показателей крови у крыс контрольной группы и крыс, подвергнутых обработке аргоноплазмой n = 30

Рецензенты:

Герасимов А.А., д.м.н., профессор, зав. кафедрой медицины катастроф, ГБОУ ВПО «Уральская государственная медицинская академия Минздрава РФ», г. Екатеринбург;

Борзунов И.В., д.м.н., зам. декана лечебно-профилактического факультета, ГБОУ ВПО «Уральская государственная медицинская академия Минздрава РФ», г. Екатеринбург.

Работа поступила в редакцию 18.02.2014.