Scientific journal
Fundamental research
ISSN 1812-7339
"Перечень" ВАК
ИФ РИНЦ = 1,749

TIMOFEEVI WHEAT RESISTANCE TO LEAF RUST IS DETERMINED BY GENERATION OF REACTIVE OXYGEN SPECIES AND INHIBITION OF PUCCINIA TRITICINA FUNGUS HAUSTORIA DEVELOPMENT

Pozherukova V.E. 1 Plotnikova L.Y. 1 Degtjarev A.I. 1
1 Omsk State Agrarian University n.a. P.A. Stolypin Minselkhoz RF
2298 KB
Triticum timopheevii Zhuk. species is resistant to rust diseases, but its defense mechanisms were not investigated. Resistance of two T. timopheevii accessions к-38555 and к-30920 to the West Siberian population of leaf rust fungus Puccinia triticina Erikss. was explored on juvenile plants. T. timopheevii accessions were polymorphic on symptoms, more resistant к-38555 consisted of immune and resistant (in ratio 25 : 75), and к-30920 – immune, resistant and susceptible plants (30 : 55 : 15). Dynamics of reactive oxygen species (ROS) generation was similar in two samples: superoxide anion O2- accumulated in 0.5-2 days, and hydrogen peroxide H2O2 – in 3–10 days after inoculation. O2- content was higher in the more resistant к-38555 and in the less resistant к-30920 the H2O2 was higher. The features of P. triticina structures and localization of O2- and H2O2 in T. timopheevii leaves were explored with light microscopy and cytochemical methods. Increased ROS level correlated with appressoria death on the stomata (O2-), hypersensitive reaction (O2- and H2O2) and limiting of colonies and pustules development in the late stages of pathogenesis (H2O2). At the same plants large part of the colonies with few haustoria finished development regardless of ROS generation (in average ½ put inoculum). It proposed that resistance of T. timopheevii to P. triticina is determined by mechanisms mediated by ROS accumulation as well as inhibition of haustoria development.
Triticum timopheevii
Puccinia triticina
reactive oxygen species
hypersensitive reaction (HR)
biotrophy
1. Dorofeev V.F., Udachin R.A., Semenova L.V. Pshenicy mira [World Wheats]. L.: VO Agropromizdat, 1987. 560 p.
2. Mikhailova L.A., Kvitko K.V. Mikologija i fitopatologija, 1970. Vol. 4, no. 4, pp. 269–273.
3. Plotnikova L.Ya. Citologija, 2008, Vol. 50, pp. 439–446.
4. Plotnikova L.Ya. Fiziologija rastenij, 2009. Vol.. 56, pp. 200–209.
5. Plotnikova L.Ya. Mikologija i fitopatologija, 2013, Vol. 47, pp. 58–63.
6. Plotnikova L.Ya., Pozherukova V.Ye., Mitrofanova O.P., Aidosova A.T. III Vserossijskijs’ezdpo zashhiterastenij [Proc. 3th All-Russian Meeting Plant Defense, S-Pb., 16–20 Dec. 2013]. S-Pb., pp. 444–446.
7. Fathutdinova D.R., Sahatbutdinova A.R., Maksimov I.V. Jarullina L.G., Shakirova F.M. Agrohimija, 2004, no. 8, pp. 27–31.
8. Asthir B., Koundal A., Bains N.S., Mann S.K. Biologia Plantarum, 2010, Vol. 54, no.2, pp. 329–333.
9. Bindschedler L.V., Minibayeva F., Gardner S.L., Gerrish C., Davies D.R. and Bolwell G.P. New Phytol., 2001, Vol. 151, pp. 185–194.
10. Boller T., Keen N.T. Mechanisms of resistance toplant diseases [Mechanisms of Resistance to Plant Diseases], Dordrecht: Kluwer, 2000, pp. 189–230.
11. Heath M.C. // New Phytol., 1998, Vol. 138, pp. 251–263.
12. Heath М. C. Current Opin. Plant Biol., 2000, Vol. 3, pp. 315–319.
13. Mains E.B., Jackson E.S. Phytopathology, 1926, Vol. 16, pp. 89–120.
14. Mendgen K., Wiesel S.G.R., Jux A., Hoffmann J., Boland W. Planta, 2006, Vol. 224, pp.1353–1361.
15. Wang C.-F., Huang L.-L., Buchenauer H., Han Q.-M., Zhang H.-C., Kang Z.-S. Physiol. Mol. Pl. Pathol., 2007, Vol. 71, pp. 230–239.

Изучение взаимодействия патогенных грибов с устойчивыми видами (видами-нехозяевами) необходимо для развития теории иммунитета растений. Кроме того, выявление комплекса механизмов, стабильно защищающих виды-нехозяева от болезней, важно для создания культурных растений с длительной устойчивостью к болезням. Вид Triticum timopheevii Zhuk. считается эталоном устойчивости к грибным заболеваниям и используется в качестве донора генов для селекции пшеницы [1]. Однако механизмы его устойчивости к болезням, включая бурую ржавчину, вызываемую Puccinia triticina Erikss., мало исследованы.

В последние десятилетия большое внимание уделяется изучению роли активных форм кислорода (АФК) в защите растений. Установлено, что окислительный взрыв – универсальная реакция на стрессы, вызываемые действием абиотических и биотических факторов [10]. В устойчивости растений к болезням наиболее изучено значение двух форм АФК – супероксид-аниона О2- и перекиси водорода Н2О2 . Основная часть исследований была проведена на растениях класса Двудольные, а также клеточных культурах разных видов. Доказано, что генерация АФК происходит при заражении устойчивых растений авирулентными штаммами микроорганизмов или обработке продуктами их обмена – элиситорами защитных реакций. АФК оказывают многообразное действие на патогенез: разрушают клетки паразитов; запускают сигнальную трансдукцию, приводящую к активации набора защитных механизмов; участвуют в реализации реакции сверхчувствительности (СВЧ) и в укреплении клеточных стенок [10, 11]. Как правило, окислительный взрыв протекает двухэтапно, первый пик возникает через 5–60 мин после узнавания патогенов элиситоров, а второй – через несколько суток и связан с синтезом белков de novo [9, 10]. Исследования роли окислительного взрыва во взаимодействиях злаков с ржавчинными грибами немногочисленны. На модели «возбудитель желтой ржавчины P. Striiformis f. sp. tritici – мягкая пшеница» показано, что в устойчивом сорте, в сравнении с восприимчивым, была значительно повышена активность ферментов про/антиоксидантной системы на стадии образования пустул [8]. На этой же модели продемонстрировано, что устойчивость сорта была связана с накоплением в клетках О2- и Н2О2, а также развитием реакции СВЧ [15]. В то же время генерация О2- имела решающее значение в устойчивости линий пшеницы с интрогрессированными генами к P. triticina [4].

Целью работы было исследование значения генерации супероксид-аниона и перекиси водорода в устойчивости образцов T. timopheevii к бурой ржавчине.

Материалы и методы исследований

Растительный материал. Образцы вида Triticum timopheevii Zhuk. к-30920 и к-38555 были получены из коллекции Всероссийского института растениеводства им. Н.И. Вавилова (ВИР). Для сравнения результатов в опытах использовали восприимчивый к бурой ржавчине сорт яровой мягкой пшеницы T. Aestivum L. Памяти Азиева. Исследования проводили на 20-дневных растениях в стадии 2-х листьев, выращенных в почве при 16-часовом освещении.

Заражение и культивирование листьев, оценка типа реакции. Урединиоспоры популяции P. triticina были собраны на сортах мягкой пшеницы в Западной Сибири (г. Омск) в 2013 г. Инокулюм для экспериментов размножали на растениях сорта Памяти Азиева. Эксперименты осуществляли на отрезках листьев, их жизнеспособность поддерживали 0,004 % раствором бензимидазола [2]. Инокуляцию проводили суспензией урединиоспор P. triticina (10–12 тыс. спор/ мл). Контрольные растения обрабатывали дистиллированной водой.

Тип реакции растений на заражение определяли через 10 сут после инокуляции (п/ин) при появлении пустул на листьях. Для оценки применяли 5-балльную шкалу: 0 – иммунитет, без симптомов; 0; – мелкие некротические или хлоротические пятна; 1 – мелкие пустулы с зонами некроза; 2 – мелкие и средние пустулы с большими зонами некроза; 3 – пустулы среднего размера с зонами хлороза; 4 – крупные пустулы. Растения с типом реакции 0–2 балла считали устойчивыми, 3–4 балла – восприимчивыми [13]. Оценку проводили на 20 растениях образцов T. timopheevii и 5 T. aestivum в двух повторностях.

Определение содержания супероксид-аниона и перекиси водорода. Содержание О2- оценивали акцепторным методом по окислению адреналина и превращению его в адренохром [7]. Оптическую плотность растворов измеряли при 490 нм на спектрофотометре СФ-26. Содержание Н2О2 в листьях определяли по превращению ксиленолового оранжевого, оптическую плотность раствора определяли при 560 нм [9]. Анализы проводили через 0,5; 1; 2; 3; 5; 10 сут п/ин, в 2-х биологических (по отрезкам 10 листьев) и 3-х аналитических повторностях.

Локализация АФК в тканях и цитологические исследования. АФК определяли путем витального окрашивания листьев: О2- – 0,1 %-ым водным раствором нитросинего тетразолия (НСТ) («Acros», США); Н2О2 – 0,02 %-ым водным 3,3’-диамино-бензидин тетрахлоридом (ДАБ) («Sigma», США) с помощью вакуум-инфильтрации листьев. НСТ образовывал синее, а ДАБ – вишневое соединение [3, 11]. Через 30 мин материал фиксировали в лактофеноле. Для выявления структур гриба те же листья окрашивали 1 %-ым анилиновым синим («Sigma», США) в лактофеноле, затем дифференцировали окраску насыщенным водным раствором хлоралгидрата («Acros», США) [3]. Цитологические исследования проводили на 10 растениях каждого образца T. timopheevii, а также 5 растениях мягкой пшеницы с помощью светового микроскопа Axioscop («Carl Zeiss», ФРГ). Размеры колоний и пустул измеряли с помощью окуляр-микрометра, площадь вычисляли по формуле площади эллипса. В статье приведены средние значения по всем данным и их стандартные ошибки.

Результаты исследования и их обсуждение

На листьях восприимчивого сорта T. aestivum развивались крупные пустулы (балл 4), а образцы T. timopheevii в целом проявили устойчивость к ржавчине. В более устойчивом образце к-38555 75 % растений были иммунны (балл 0, 0;), 25 % – устойчивы (балл 1). В образце к-30920 наблюдался больший полиморфизм растений: 30 % были иммунны (балл 0, 0;), 55 % – устойчивы (балл 1–2), 15 % – восприимчивы (балл 3). Пустулы на листьях к-38555 и к-30920 были существенно меньше, чем на мягкой пшенице (в 11,5 и 7,5 раза соответственно) (таблица).

Характеристика взаимодействия P. triticina с растениями видов пшеницы и накопление АФК в зоне колоний

Образец

Тип реакции, балл

Вариант взаимодействия1

Размеры колоний2, тыс. мкм3

Размеры пустул3, тыс. мкм3

Количество гаусторий, шт./ колонию4

АФК, содержание5, локализация,

время после инокуляции

О2–

Н2О2

T. aestivum

4

V

670,1 ± 84,2

371,2 ± 49,1

14,5 ± 1,8

 

+ под пустулами, 10 сут

T. timopheevii

к-38555

0

I

II

+++ аппрессории, 0,5 сут

0;

III

14,5 ± 1,1

2,1 ± 0,2

+++ мезофилльные клетки, 1–2 сут

+++ мезофилльные клетки,

3–10 сут

IV

13,2 ± 1,1

30,1 ± 2,5

49,2 ± 5,1

1,5 ± 0,2

2,1 ± 0,2

3,4 ± 0,5

+ мезофилльные клетки,

3–5 сут

1

V

80,5 ± 9,8

34,3 ± 4,1

5,2 ± 0,6

++ мезофилльные клетки,

5–10 сут

T. timopheevii

к-30920

0

I

II

+++ аппрессории, 0,5 сут

0;

III

15,6 ± 1,5

 

2,3 ± 0,2

+++ мезофилльные клетки, 1–2 сут

+++ мезофилльные клетки

3–10 сут

IV

13,4 ± 1,2

29,7 ± 3,3

48,5 ± 5,4

1,4 ± 0,1

2,3 ± 0,2

3,8 ± 0,4

+ клеточные стенки

3–5 сут

1–2

3

V

89,6 ± 11,4

157,6 ± 19,5

48,6 ± 6,4

98,6 ± 12,6

8,7 ± 1,5

10,7 ± 1,5

++ 5–10 сут

Примечания. 1 I – остановка на стадии ростковой трубки; II – гибель на стадии аппрессория или подустьичной везикулы; III – гибель колоний с реакцией СВЧ; IV – гибель колоний без СВЧ; V – колонии с пустулами. 2, 3 – 10 сут п/ин. 4 – 3 сут п/ин; 5 + – низкое; ++ – умеренное; +++ – высокое.

poger1.wmf poger2.wmf

а б

Рис. 1. Содержание супероксид-аниона (а) и перекиси водорода (б) в листьях Triticum timopheevii и. T. aestivum (мкМ/ г сырой массы). Интактные растения (контроль): 1 – T. aestivum; 2 – к-38555; 3 – к-30920; зараженные растения; 4 – T. aestivum; 5 – к-38550; 6 – к-30920

poger3.tif

Рис. 2. Развитие инфекционных структур P. triticina на листьях T. aestivum (а–в, з) и T. timopheevii (г–ж, и–м) и накопление АФК: а – аппрессорий на устьице, 1 сут п/ин; б – колония с гаусториями, 3 сут п/ин; в – урединиопустула, 10 сут п/ин; г – ростковая трубка без аппрессория, 1 сут п/ин; д – аппрессорий, погибший на устьице, 0,5 сут п/ин; е – клетки, погибшие в результате реакции СВЧ (стрелки), 2 сут п/ин; ж – вакуолизированные гифы и гаустории (стрелки), 3 сут п/ин, з – аппрессорий на устьице восприимчивого сорта, митохондрии окрашены НСТ, 0,5 сут п/ин; и – накопление O2- в подустьичной везикуле в месте контакта с устьицем (стрелки), 0,5 сут п/ин; к – накопление О2- в цитоплазме клетки, погибшей в результате реакции СВЧ (стрелки), 2 сут п/ин; л – накопление Н2О2 в цитоплазме клеток, погибших в результате реакции СВЧ (стрелки), 3 сут п/ин; м – Н2О2 в цитоплазме отмирающих клеток и на клеточных стенках (стрелки), 10 сут п/ин. Обозначения: А – аппрессорий, Г – гаустория, ИГ – инфекционная гифа, М – митохондрия, МКГ – материнская клетка гаустории, КС – клеточная стенка, ПВ – подустьичная везикула, РТ – ростковая трубка, С – спора, У – устьице, УП – урединиопустула

poger4.wmf

а)

poger5.wmf

б)

Рис. 3. Соотношение вариантов взаимодействия P. triticina с образцами T. timopheevii к-38555 (a) и к-30920 (б). Варианты: I – остановка на стадии ростковой трубки, II – прекращение развития на стадии аппрессория/ подустьичной везикулы, III – гибель колоний с реакцией СВЧ, IV – гибель колоний без СВЧ, V – колонии с пустулами

 

Биохимические исследования показали фоновый уровень супероксид-аниона и перекиси водорода (1,6–1,9 мкмоль/г сырой массы листьев) в контрольных незараженных листьях всех образцов, их содержание достоверно снижалось к концу эксперимента (рис. 1). В зараженных листьях T. aestivum О2- оставался на исходном уровне, а содержание Н2О2 увеличивалось на стадии образования пустул. В листьях образцов T. timopheevii усиление генерации О2- отмечено через 0,5–2 сут п/ин, оно было более выражено в образце к-38555, позже содержание О2- снижалось до исходного уровня. Повышение содержания Н2О2 установлено через 3 сут п/ин (в 1,5–1,6 раза по сравнению с исходным), затем в более устойчивом образце к-38555 ее уровень оставался стабильным, а в к-30920 повышался.

Биотрофный паразит P. triticina образует набор специализированных инфекционных структур для взаимодействия с растением на клеточном уровне. Цитологические исследования показали, что на листьях мягкой пшеницы все споры образовывали ростковые трубки, а затем аппрессории на устьицах через 0,5 сут п/ин. Цитоплазма аппрессориев перемещалась в подустьичные везикулы, оставляя на устьицах пустые оболочки (рис. 2, а). Позже в мезофилле формировались инфекционные гифы, на их концах образовывались материнские клетки гаусторий (МКГ), а через 1 сут п/ин в клетки растений проникали гаустории, необходимые для питания гриба. Гифы имели плотную цитоплазму, образовывали много МКГ и гаусторий (рис. 2, б, таблица). Все колонии сформировали крупные пустулы через 10 сут п/ин (рис. 2, в).

На двух образцах T. timopheevii выявлены 5 вариантов взаимодействия P. triticina с растениями, их соотношение отличалось на разных растениях (рис. 3, а, б):

I – часть спор прекращала развитие на стадии ростковых трубок (рис. 2, г);

II – значительная доля инокулюма (на к-38555 5–55 %, на к-30920 – 5–30 %) погибала на стадии аппрессория, реже – подустьичной везикулы (рис. 2, д);

III – отмирание колоний происходило после внедрения 2–3 гаусторий в мезофилльные клетки и сопровождалось реакцией СВЧ. Сначала происходил коллапс клеток, а через 1 сут их цитоплазма разрушалась и интенсивно окрашивалась анилиновым синим (рис. 2, е);

IV – гибель мелких колоний (в среднем 54 % на к-38555 и 48 % на к-30920) происходила через 3–5 сут п/ин без реакции СВЧ. Колонии по размерам распадались на 3 группы, установлена высокая корреляция между размерами колоний и числом гаусторий в них (r = 0,85). Клетки гриба были слабо окрашены, что свидетельствует об их вакуолизации (рис. 2, ж). После абортации отмечены отложения на стенках, контактировавших с грибом (таблица);

V – колонии формировали пустулы. На устойчивых растениях окраска клеток растения в зоне колоний усиливалась через 5 сут п/ин, и к моменту спороношения они отмирали, образуя визуальные зоны некроза вокруг пустул, одновременно появлялись отложения на клеточных стенках. На восприимчивых растениях образца к-30920 образовывались пустулы большего размера без цитологических признаков несовместимости.

Для уточнения роли АФК в патогенезе была изучена локализация О2- и Н2О2 в тканях. Выявлено присутствие О2- и Н2О2 в поврежденных клетках на срезах листьев как контрольных, так и инфицированных листьев всех образцов, остальные части контрольных растений не окрашивались. Вероятно, накопление АФК связано с травматической реакцией, что объясняет фоновый уровень О2- и Н2О2 в листьях. На зараженных листьях мягкой пшеницы НСТ окрашивал только гранулярные структуры в аппрессориях через 0,5 сут п/ин, что, очевидно, связано с дегидрогеназной активностью митохондрий гриба (рис. 2, з). В листьях T. timopheevii локализация О2- зависела от варианта взаимодействия с грибом. В варианте I окрашивались только митохондрии в кончиках ростковых трубок. В варианте II отмечено интенсивное накопление О2- в цитоплазме аппрессориев (реже подустьичных везикул) через 0,5 сут п/ин, проникновение в ткани ингибировалось (рис. 2, и). Цитоплазма замыкающих клеток устьиц не окрашивалась, что свидетельствует об экстраклеточной генерации О2-, оно было сильнее выражено у образца к-38555. В варианте III О2- накапливался в мезофилльных клетках, погибших в результате реакции СВЧ после внедрения гаусторий через 1–2 сут п/ин (рис. 2, к), но позже исчезал. В остальных вариантах О2- не обнаружен.

В инфицированных листьях мягкой пшеницы слабое накопление Н2О2 обнаружено под пустулами через 10 сут п/ин. В листьях T. timopheevii высокое содержание Н2О2 отмечено в цитоплазме клеток, отмерших в результате реакции СВЧ через 3 сут п/ин (вариант III) (рис. 2, л), зоны некроза и локализации Н2О2 совпадали. Через 5 сут п/ин слабое увеличение Н2О2 выявлено на стенках клеток в зоне абортивных колоний без реакции СВЧ (вариант IV). В зоне небольших колоний с мелкими пустулами, окруженными некрозом (вариант V), отмечено повышение содержания Н2О2 в цитоплазме и на клеточных стенках через 5–10 сут п/ин (рис. 2, м). На восприимчивых растениях T. timopheevii существенного накопления АФК в течение патогенеза не установлено.

Таким образом, в устойчивых растениях T. timopheevii выявлено повышение уровня АФК на разных этапах патогенеза. Оно коррелировало с отмиранием аппрессориев, реакцией СВЧ, а также ограничением размеров колоний и пустул на поздних этапах патогенеза (варианты II, III, V). Не отмечено взаимосвязи между АФК и подавлением развития на поверхности растений, а также абортацией колоний с малым числом гаусторий (варианты I и IV).

Результат патологического процесса зависит от взаимодействия двух организмов, при этом имеют значение как особенности патогена, так и интенсивность защитных реакций растений. Полиморфизм растений внутри образцов может быть связан с генетической неоднородностью T. timopheevii. Этот вид мало окультурен и возделывался в форме стародавних сортов-популяций в Закавказье [1]. Кроме того, причиной возникновения выявленных вариантов взаимодействия могут быть различия по вирулентности между клонами P. triticina. Это предположение подтверждается тем, что в Западной Сибири отмечена потеря устойчивости набора интрогрессивных линий с генами T. timopheevii [6].

Нами впервые изучена генерация АФК при развитии бурой ржавчины на растениях устойчивого вида T. timopheevii. Полученные результаты подтверждают сложившееся представление о двухфазном характере окислительного взрыва, однако новым фактом является то, что первый пик был связан с накоплением О2-, а второй – Н2О2. Ранее при заражении устойчивого сорта мягкой пшеницы P. striiformis f. sp. tritici было показано одновременное накопление О2- и Н2О2 в пораженных клетках, при этом реакция СВЧ развивалась медленно (3 сут вместо 1 сут в наших экспериментах) [15]. На этой же модели получены данные о повышенной активности супероксиддисмутазы, преобразующей О2- в Н2О2, а также ферментов, способных образовывать и утилизировать Н2О2 (диаминоксидазы, полиаминоксидазы, пероксидазы) в устойчивом сорте [8]. При взаимодействии возбудителя ржавчины Uromyces vignae Barclay с иммунным сортом вигны О2- не выявлен, но отмечено накопление Н2О2 и повышение активности пероксидаз в клетках, погибших в результате реакции СВЧ [11]. Можно предположить, что динамика генерации разных форм АФК связана с индивидуальными особенностями партнеров или активностью элементов про/антиоксидантной системы растений.

Выявленные нами варианты взаимодействия P. triticina с растениями T. timopheevii позволяют определить критические моменты патогенеза и оценить влияние АФК на его результаты. Подавление развития грибов до внедрения в ткани (прегаусториальная устойчивость) или после проникновения в единичные клетки растения, отмирающие в результате реакции СВЧ, считается характерным проявлением устойчивости видов-нехозяев. На основании изучения особенностей реакций нехозяев было постулировано, что стабильная защита может определяться механизмами, не связанными с реакцией СВЧ [12]. В целом взаимодействие P. triticina с T. timopheevii соответствуют этим критериям.

Ранее было показано, что образование О2- замыкающими клетками устьиц и накопление его в аппрессориях предотвращало проникновение P. triticina в ткани видов-нехозяев (овса и ячменя), а также линий пшеницы с генами рода Agropyron Lr19, Lr38 [4]. Этот механизм был в меньшей степени значим у T. timopheevii определял гибель только части аппрессориев. Известно, что окислительный взрыв запускает реакцию СВЧ, при этом скорость разрушения клеток зависит от содержания АФК [4]. Вероятно, этот механизм имел ограниченное значение для T. timopheevii, потому что у 20 % растений СВЧ не установлена, а в остальных была связана с 12–20 % взаимодействий. На значительной части (40 %) растений T. timopheevii гриб образовывал пустулы, окруженные зонами отмерших клеток. Вероятно, генерация Н2О2 в зоне таких колоний была связана со вторым пиком окислительного взрыва, а также действием пероксидаз, участвующих в окислении веществ и укреплении стенок с помощью лигнина и сшивок структурных белков [8]. Размеры таких колоний и пустул были существенно меньше, чем на восприимчивых растениях T. aestivum и T. timopheevii, поэтому возможно ингибирующее влияние АФК и индуцируемых ими соединений на развитие патогена и спорогенез.

Для совместимого взаимодействия паразитических грибов с растениями важно не только преодоление механизмов устойчивости, но и установление эффективных трофических связей. Нами впервые показано, что на всех растениях T. timopheevii значительная часть колоний (в среднем около ½ от нанесенного инокулюма) погибала независимо от накопления АФК и реакции СВЧ. Для таких колоний было характерно малое число гаусторий и сильная вакуолизация клеток. Сходный способ ингибирования развития P. triticina был обнаружен и в линии пшеницы с геном Lr23 интрогрессированным от редкого вида T. turgidum [5].

В настоящее время известно, что паразитические грибы воспринимают особенности поверхности, физические и химические свойства растений в качестве стимулов для развития, а при недостаточной стимуляции их морфогенез нарушается. На примере возбудителей ржавчины бобовых культур U. fabae и U. appendiculatus показано, что полисахариды из клеточных стенок и летучие соединения хозяев (нонаналь, деканол и гексенилацетат) усиливают, а фарнезилацетат интенсивно подавляет образование материнских клеток гаусторий [14]. Можно предположить существование у T. timopheevii защитного механизма, нарушающего образование и функционирование гаусторий, следствием чего было нарушение питания и гибель от голодания значительной доли колоний на ранних этапах развития.

Таким образом, полученные результаты показали, что АФК в тканях T. timopheevii участвуют в реализации реакции СВЧ, а также приводят к гибели или ограничением развития P. triticina при внедрении в ткани, проникновении гаусторий в клетки, а также на поздних этапах роста колоний и спорогенезе. Возможно, T. timopheevii обладает дополнительным защитным механизмом, ингибирующим образование гаусторий и нарушающим питание P. triticina.

Рецензенты:

Барайщук Г.В., д.б.н., профессор, профессор ФГБОУ ВПО ОмГАУ им. П.А. Столыпина, г. Омск;

Синдирева А.В., д.б.н., профессор ФГБОУ ВПО ОмГАУ им. П.А. Столыпина, г. Омск.

Работа поступила в редакцию 12.02.2015.